В последние годы методы инженерии костной ткани с участием наук о жизни и инженерии стали важной областью исследований в области восстановления и реконструкции костей. Исследователи обычно используют изолированные аутологичные мезенхимальные стволовые клетки, которые размножаются in vitro и культивируются для остеогенной индукции, а затем соединяются со строительным материалом для создания тканеинженерной кости для имплантации in vivo. Однако ключевым моментом в этом подходе является получение достаточного количества остеогенных посевных клеток с помощью культуры клеток. Кроме того, долгосрочное расширение посевных клеток in vitro и поддержание фенотипических характеристик клеток во время культуры индукции — это проблемы, которые еще предстоит решить. В последние годы мультипотентные клетки, полученные из аспирированной жировой ткани, с большим успехом используются в качестве затравочных клеток в тканевой инженерии. В настоящее время жировая ткань является самым большим резервуаром в организме человека, ее легче всего получить и собрать для применения, и она имеет большие перспективы для клинического применения. Однако целенаправленная индукция остеогенной дифференцировки с помощью путей генетической модификации имеет множество проблем, таких как безопасность применения вирусных векторов и пространственно-временная регуляция экспрессии генов, в то время как индукция остеогенной дифференцировки с помощью остеогенных химических веществ имеет длительное время индукции и культуры, риск загрязнения клеток и трансформации фенотипа клеток, что ограничивает возможность ее клинического применения. Результаты исследования показали, что активность ALP достигла пика через 14 дней после индукции в группе PRP, в то время как в контрольной группе она достигла пика через 18 дней после индукции, и первый пик был значительно выше, чем второй. Также наблюдалась значительная разница в активности ALP между двумя группами в каждой соответствующей временной точке, т.е. первая была значительно выше второй. Общепризнано, что ALP является ранним маркером дифференцировки остеобластов и играет ключевую роль в кальцификации in vitro, начиная экспрессироваться в остеогенных клетках-предшественниках, далее увеличиваясь в переходных и секреторных остеобластах, но снижаясь в зрелых остеобластах, уровень которого коррелирует со степенью дифференцировки клеток. Поэтому уровень активности ALP является более объективным показателем тенденции трансформации клеток в остеобласты. Наш анализ позволяет предположить, что повышение активности ALP в ADSCS под действием PRP может быть связано с тем, что дексаметазон в среде индукции остеогенеза повышает содержание щелочной фосфатазы в клетках, а TGFβ-подобные цитокины, выделяемые PRP, стимулируют пролиферацию и дифференцировку мезенхимальных клеток и способствуют пролиферации остеобластов. Увеличение пролиферации клеток сопровождается увеличением мембраносвязывающего белка ALP. В последующем анализе узлов минерализации клеток мы обнаружили, что комплексы клетка/носитель, культивируемые in vitro в течение 14 дней, показали многослойное черное окрашивание пор обоих носителей по Фон Коссе, что свидетельствует о большом количестве отложения солей кальция, которое было выше в группе PRP, чем в контрольной группе. Основной механизм заключается в том, что ALP способен гидролизовать органофосфатазу, увеличивая локальную концентрацию PO+4 и разрушая ингибиторы кальцификации, тем самым инициируя кальцификацию. На 14 дне индукции активность ALP была значительно выше в группе PRP, чем в контрольной группе, что отразилось в значительно более высоком уровне отложения солей кальция. В заключение, результаты данного экспериментального исследования показывают, что PRP может эффективно способствовать быстрой фенотипической трансформации клеток остеобластов in vitro, значительно повышать клеточную активность ALP и увеличивать способность клеток к минерализации внеклеточного матрикса. Исходя из этого, данный усовершенствованный метод культивирования клеток in vitro имеет клиническое значение, поскольку он сокращает время культивирования in vitro, уменьшает возможность загрязнения при манипуляциях in vitro, а также снижает риск фенотипической трансформации клеток после длительного культивирования. Дальнейшие испытания трансплантации in vivo потребуют оптимизации дизайна вектора и корректировки соотношения клеток и вектора для достижения лучших остеогенных результатов in vivo.